Neue proapoptotische Chemotherapeutika auf Basis des Chinolons

Wissenschaftliche Berichte Band 13, Artikelnummer: 11346 (2023) Diesen Artikel zitieren

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In der aktuellen Studie haben wir eine Reihe neuer Chinolinderivate 10a-p als antiproliferative Wirkstoffe zur Bekämpfung von Krebs durch Hemmung von VEGFR-2 entworfen und synthetisiert. Vorläufiges molekulares Andocken zur Beurteilung der Wechselwirkungen der entworfenen Derivate mit der Bindungsstelle von VEGFR-2 (PDB-Code: 4ASD) zeigte Bindungspositionen und Wechselwirkungen, die mit denen von Sorafenib vergleichbar sind. Die synthetisierten Verbindungen zeigten eine VEGFR-2-hemmende Aktivität mit einem IC50-Wert im Bereich von 36 nM bis 2,23 μM im Vergleich zu Sorafenib (IC50 = 45 nM), wo Derivat 10i am wirksamsten war. Darüber hinaus wurden die synthetisierten Derivate in vitro auf ihre zytotoxische Aktivität gegen die HepG2-Krebszelllinie untersucht. Sieben Verbindungen 10a, 10c, 10d, 10e, 10i, 10n und 10o (IC50 = 4,60, 4,14, 1,07, 0,88, 1,60, 2,88 bzw. 2,76 μM) zeigten eine bessere antiproliferative Aktivität als Sorafenib (IC50 = 8,38 μM). Verbindung 10i wurde gegen die normale Transformed Human Liver Epithelial-2-Zelllinie (THLE-2) getestet, um ihre selektive Zytotoxizität zu bewerten. Darüber hinaus wurde 10i als wirksamer Vertreter der Serie auf seine apoptotische Aktivität und den Einfluss der Zellzykluskinetik auf HepG2, seine Auswirkungen auf die Genexpression von VEGFR-2 und die Proteinexpression der apoptotischen Marker Caspase-7 und Bax untersucht . Verbindung 10i spielte nachweislich eine potenzielle Rolle bei der Apoptose, indem sie einen signifikanten Anstieg der frühen und späten apoptotischen Quartile, eine bemerkenswerte Aktivität bei der Erhöhung der relativen Proteinexpression von Bax und Caspase-7 und eine signifikante Verringerung der VEGFR-2-Genexpression verursachte. Insgesamt deuten die erzielten Ergebnisse darauf hin, dass Verbindung 10i ein vielversprechendes Potenzial als Leitverbindung für die Entwicklung neuer Antikrebsmittel hat.

Krebs gilt weltweit als zweitgrößte Todesursache1. Die Suche nach neuen Krebsmedikamenten ist nach wie vor ein weltweiter Bedarf. Trotz ihrer Nebenwirkungen und aufkommenden Resistenzen werden mehrere Krebsmedikamente eingesetzt. Der Drang, neue Wirkstoffe mit besserer Wirksamkeit und weniger Nebenwirkungen zu entwickeln, lässt sich durch die gezielte Behandlung von Kinasen untersuchen, da diese bei verschiedenen Krebsarten unterschiedlich überexprimiert werden. Eine dieser wichtigen Kinasen ist der vaskuläre endotheliale Wachstumsfaktor-Rezeptor-2 (VEGFR-2), da er eine wichtige Rolle bei der Angiogenese spielt, dem Prozess der Bildung neuer Blutgefäße, die für die Sauerstoff- und Nährstoffversorgung der Zellen verwendet werden, was ein lebenswichtiger Schritt ist für Krebswachstum und Metastasierung2. Dieser Prozess wird bei den meisten soliden Tumoren deutlich beobachtet, da sie aufgrund ihres schnellen Wachstums im Vergleich zu normalen Geweben einen deutlich höheren Verbrauch an Glukose, Sauerstoff und anderen Nährstoffen aufweisen3. Es wird berichtet, dass die Hemmung der Tumorangiogenese die Wirkung anderer Therapieoptionen wie Chemotherapie und Strahlentherapie verstärkt, was darauf hindeutet, dass Wirkstoffe, die auf VEGF oder seine Rezeptoren wirken, zusammen mit einer konventionellen Therapie verabreicht werden können, um eine maximale Wirksamkeit zu erzielen4. Obwohl es mehrere niedermolekulare VEGFR-2-Kinase-Inhibitoren gibt, die von der Food and Drug Administration (FDA) für den klinischen Einsatz zugelassen sind, gibt es mehrere Bedenken, die ihren Einsatz einschränken, wie z. B. Arzneimittelresistenz und Nebenwirkungen (Herz-Kreislauf, Hyperparathyreoidismus und Nierenschäden). 5,6. Daher besteht nach wie vor ein großer Bedarf an der Entdeckung neuer Inhibitoren mit zufriedenstellenden Ergebnissen.

Das Chinolinringsystem gilt seit langem als vielseitiger Kern bei der Entwicklung biologisch aktiver Wirkstoffe, da viele Chinolinderivate unterschiedliche pharmakologische Aktivitäten aufweisen, z. B. antibakteriell7, antimykotisch8, antipsychotisch9, gegen Malaria10, Lokalanästhetikum11 und gegen Krebs12.

Darüber hinaus wurde festgestellt, dass die Bi-Arylharnstoff-Einheit häufig als Schlüsselstrukturfragment verwendet wird, insbesondere in Typ-II-Kinase-Inhibitoren für die Bindung über Wasserstoffbrückenbindungen und hydrophobe Wechselwirkungen. Es dient auch als Linker zwischen der Gelenkbindungseinheit und dem lipophilen Teil des Moleküls, der in die hydrophobe Tasche passen würde, die in der inaktiven Form der Proteinkinasen vorhanden ist (die DFG-out-Tasche). Es wurde berichtet, dass der Harnstofflinker mit zwei konservierten Resten interagiert: einer Glutaminsäure, die zusätzlich zur Asparaginsäure im DFG-Motiv in der αC-Helix vorhanden ist. Daher wurden mehrere Biarylharnstoff enthaltende Verbindungen synthetisiert und nacheinander als VEGFR-2-Inhibitoren zugelassen, wie Sorafenib, Linifanib und Tivozanib (Abb. 1)13,14. Diese Medikamente werden als Typ-II-Inhibitoren klassifiziert, da sie auf das Protein in der DFG-out-Konformation abzielen, wobei das heteroaromatische Gerüst die Adenintasche besetzt und mit der Gelenkregion interagiert, während die Biarylharnstoffeinheit so ausgerichtet ist, dass sie in eine hydrophobe Tasche in der Nähe passt die ATP-Bindungsstelle und der Gatekeeper-Rest, der durch die Verschiebung der DFG-Schleife entstanden ist14. Es wird berichtet, dass der Harnstofflinker dieser Inhibitoren an wichtigen H-Brücken-Wechselwirkungen mit den Aminosäuren Glu885 und Asp1046 beteiligt ist12,15.

Strukturen von von der FDA zugelassenen VEGFR-2-Inhibitor-Medikamenten mit Bi-Aryl-Einheit.

Im Rahmen unserer Arbeit zur Entdeckung neuer Antikrebsmittel im Allgemeinen und von VEGFR-2-Inhibitoren im Besonderen16,17,18,19,20,21 hielten wir es für interessant, neue Chemotypen hinsichtlich ihres VEGFR-2-Hemmungs-vermittelten Antikrebspotenzials zu erforschen. Basierend auf der Untersuchung der Struktur-Aktivitäts-Beziehungen (SAR) mehrerer VEGFR-2-Inhibitoren sowie der Analyse der Bindungswechselwirkungen von Sorafenib und Tivozanib als VEGFR-2-Inhibitoren beschreibt dieses Projekt das Design und die Synthese einer Reihe neuer Chinolone -3-Carboxamid-Derivate 10a-p kombiniert mit einer Bi-Aryl-Harnstoff-Seitenkette für eine bessere Bindung innerhalb des aktiven Zentrums. In unserem Design wurde zum Targeting der ATP-Bindungsstelle das Chinolon-Ringsystem mit verschiedenen Substituenten an Position 6 verwendet. Anschließend wurde eine 3-Amid-Funktion als Linker zum Verbinden der Bi-Aryl-Harnstoff-Einheit verwendet. Beachten Sie, dass der entworfene Chinolon-3-carboxamid-Kern durch eine intramolekulare Wasserstoffbrücke zwischen der Carbonylgruppe des Chinolon-Kerns und dem Amid-NH einen pseudo-sechsgliedrigen Ring bilden kann, der die Bi-Aryl-Harnstoff-Einheit für eine bessere Wechselwirkung mit dem ausrichten kann Schlüsselaminosäuren (Glu 885 und Asp 1046) und die hydrophobe Tasche im aktiven Zentrum von VEGFR-2, was zu einer hohen Affinität führt. Schließlich umfassten die angewandten molekularen Manipulationen die Verzierung des terminalen Phenylrings mit verschiedenen Gruppen unterschiedlicher elektronischer und lipophiler Eigenschaften, um die Interaktion mit der hydrophoben hinteren Tasche von VEGFR-2 zu verbessern und einen Einblick in die SAR der entworfenen Verbindungen zu gewinnen (Abb. 2).

Designstrategie der Ziel-VEGFR-2-Inhibitoren 10a-p auf Basis von Chinolon-3-Carboxamid.

Die synthetisierten Verbindungen wurden auf ihre VEGFR-2-Hemmaktivität und zytotoxische Wirkung gegen die hepatozelluläre Karzinom-Zelllinie HepG2 untersucht. Darüber hinaus wurde die selektive Zytotoxizität auf normale Leberzellen für die wirksamste Verbindung untersucht. Darüber hinaus wurden die proapoptotische Aktivität, die Veränderung des Zellzyklus sowie die Veränderungen der Gen- und Proteinexpression untersucht, die durch die Behandlung von HepG2-Zellen mit der aktivsten Verbindung, einem wirksamen Vertreter dieser Verbindungsklasse, beeinflusst werden. Schließlich wurden In-silico-Studien einschließlich molekularer Modellierung für die Zielverbindungen durchgeführt, um deren Bindungswechselwirkungen innerhalb des aktiven Zentrums von VEGFR-2 sowie Vorhersagen der pharmakokinetischen Eigenschaften für die aktivste Verbindung aufzuklären.

Diese Forschungsarbeit umfasst die Synthese einer Reihe neuartiger 4-Chinolon-3-carboxamid-Derivate 10a-p. Die Synthesewege zur Gewinnung der neuen Zielverbindungen sind in den Abbildungen dargestellt. 3, 4 und 5. Abbildung 3 veranschaulicht die Synthese von 6-substituierten 4-Chinolon-3-carbonsäure-Derivaten (4a und 4b) als Ausgangsmaterialien. Die Synthese des Chinolonrings erfolgte über die Gould-Jacobs-Reaktion; wobei im ersten Schritt die substituierten Aniline 1a,b mit Diethylethoxymethylenmalonat kondensiert wurden, um Diethyl-2-((phenylamino)methylen)malonat-Derivate 2a,b22,23,24 zu ergeben. Die Gould-Jacobs-Cyclisierung von 2a,b in Diphenylether ergab die 4-Oxo-1,4-dihydrochinolin-3-carboxylatethylester 3a,b22,23,24. Die 4-Oxo-1,4-dihydrochinolin-3-carbonsäure-Derivate 4a,b wurden durch basische Hydrolyse ihrer Esteranaloga 3a,b unter Rückfluss mit 1 M NaOH und anschließendes Ansäuern mit verdünnter HCl hergestellt, um die freien Säurederivate 4a freizusetzen ,b25. Die Strukturen der Verbindungen 4a,b wurden durch 1H-NMR-Spektroskopie23,26 bestätigt.

Synthese von 6-substituierten 4-Chinolon-3-carbonsäure-Derivaten 4a,b.

Abbildung 4 fasst die Synthese der 1-(4-Aminophenyl)-Harnstoff-Derivate 9a–i als Ausgangsmaterial zusammen. Beginnend mit der Reaktion von 4-Nitrobenzoylchlorid 5 mit Natriumazid unter Bildung von 4-Nitrobenzoylazid 627. Anschließend wurde Azid 6 in trockenem Toluol erhitzt, um die Curtius-Umlagerung zu bewirken und das entsprechende Isocyanat 7 herzustellen, das dann mit verschiedenen Anilinen zur Reaktion gebracht wurde produzieren die benötigten Harnstoffderivate 8a-i. Die erhaltenen 1-(4-Nitrophenyl)-3-aryharnstoff-Derivate (8a-i) wurden unter Verwendung von Natriumhydrogensulfid in wässrigem Methanol in ihre reduzierten Amino-Derivate 9a-i umgewandelt. Die Natriumhydrogensulfid enthaltende Lösung wurde frisch hergestellt, indem Natriumbicarbonat zu einer wässrigen Natriumsulfidlösung gegeben und anschließend Methanol zugegeben wurde28. Alle synthetisierten 1-(4-Aminophenyl)-3-aryluharnstoff-Derivate 9a–9i wurden durch 1H-NMR-Analysen bestätigt, bei denen alle Protonen entsprechend der erwarteten chemischen Verschiebung gesehen wurden, wobei der charakteristische neue Peak die beiden D2O-austauschbaren Protonen der neu gebildeten darstellte -NH2-Gruppe im Bereich von 4,74–4,79 ppm.

Synthese von 1-(4-Aminophenyl)-3-aryharnstoff-Derivaten 9a-i.

Die Synthese der gewünschten 6-substituierten 4-Chinolon-3-carboxamid-Derivate 10a-p ist in Abb. 5 dargestellt. In dieser Arbeit umfasst der letzte Schritt die Bildung der Amidbindung durch direkte Kopplung der erhaltenen Chinolinon-3-carbonsäure Säurederivate 4a,b und die 1-(4-Aminophenyl)-3-aryharnstoff-Derivate 9a-i unter Verwendung des Kupplungsmittels HATU und DIPEA als Base, um die Verbindungen 10a-p29,30,31,32 zu ergeben. Die Strukturen der Zielverbindungen wurden durch Spektral- und Elementaranalysen bestätigt. Die 1H-NMR-Spektren der Verbindungen 10a-p zeigten das Verschwinden des D2O-Austauschsignals bei 4,74–4,79 ppm der Aminoprotonen in 9a-i und das Auftreten des D2O-Austauschsignals für das neu gebildete CONH bei 12,19–12,47 ppm, was die Amidbildung sicherstellt Bindung. Außerdem wurden die beiden den Harnstoff-NH-Gruppen zugeordneten Singulettsignale bei 7,88–9,04 ppm nachgewiesen.

Synthese von 6-substituierten 4-Chinolon-3-carboxamid-Derivaten (10a-p).

Alle synthetisierten Verbindungen 10a-p wurden in vitro auf ihre VEGFR-2-Hemmwirkung unter Verwendung von Sorafenib als Referenzarzneimittel untersucht. Der Kinase-Assay wurde mit dem Kinase-Glo MAX Lumineszenz-Assay-Kit von BPS Bioscience (Katalognummer: 40325) durchgeführt. Die Ergebnisse werden als IC50-Werte (nM) ± SE dargestellt und in Tabelle 1 aufgeführt. Die meisten getesteten Verbindungen zeigten eine starke bis mäßige inhibitorische VEGFR-2-Aktivität (36–578 nM), mit Ausnahme der Verbindungen 10j, 10 h und 10k, die eine geringe Aktivität aufwiesen Hemmwirkung (IC50 = 937–2226 nM). Es ist erwähnenswert, dass die Verbindungen 10i und 10o eine höhere oder vergleichbare VEGFR-2-Inhibitoraktivität wie das Referenzarzneimittel Sorafenib zeigten (IC50 = 36, 38 bzw. 45 nM).

Eine genaue Untersuchung der in Tabelle 1 dargestellten Ergebnisse ergab, dass die Hemmwirkung der getesteten Verbindungen durch den Substituenten an der 6-Position am Chinolonring sowie durch den Substituenten am terminalen Phenylring beeinflusst wird.

In der vorliegenden Studie wurden zwei große Serien ausgewertet; das erste stellt die 6-Chlorchinolon-Derivate (10a-i) dar. Die zweite zeigt die 6-Fluorchinolon-Derivate (10j-p). Im Allgemeinen schienen die 6-Chlorchinolon-Derivate (10a-i) eine stärkere Hemmung für VEGFR-2 zu zeigen als die 6-Fluorchinolon-Gegenstücke (10j-p). Zum Beispiel: Das 6-Chlorchinolon-Derivat mit unsubstituiertem Phenylharnstoffanteil 10a (R2 = H) zeigte einen IC50 = 138 nM im Vergleich zu seinem 6-Fluorchinolon-Analogon 10j mit IC50 = 340 nM. Ebenso zeigte das para-Methylphenyl-Derivat 10b (R2 = 4-CH3) der 6-Chlorchinolon-Reihe hat einen IC50 = 578 nM im Vergleich zu seinem 6-Fluor-Gegenstück 10k mit einem IC50 = 2226 nM. Somit deutet die SAR-Analyse darauf hin, dass der Einbau eines Chloratoms mit einer relativ größeren Größe und höheren Lipophilie als Fluor an der 6-Position des Chinolonrings für die VEGFR-2-Hemmaktivität von Vorteil war.

Bezüglich der Auswirkung der Art und Position des Substituenten am terminalen Phenyl auf die VEGFR-2-Inhibitoraktivität ist eine para-Substitution mit einem lipophilen elektronenziehenden Substituenten wie Fluor in den Verbindungen 10e (R1 = Cl, R2 = 4-F, IC50 = 197 nM) zu berücksichtigen ) und 10n (R1 = F, R2 = 4-F, IC50 = 257 nM) führten zu einer vergleichbaren Aktivität wie diejenigen mit unsubstituiertem Phenyl 10a (R1 = Cl, R2 = H, IC50 = 138 nM) und 10j (IC50 = 340 nM). ). Andererseits war das Aufpfropfen einer parahydrophilen elektronenziehenden Cyanogruppe in Verbindung 10g (R1 = Cl, R2 = 4-CN, IC50 = 1603 nM) schädlich für die Hemmwirkung, was möglicherweise auf die schlechte Anpassung dieses Derivats zurückzuführen ist die hydrophobe hintere Tasche des aktiven Zentrums von VEGFR-2. Ebenso die Substitution mit einer kleinen lipophilen elektronenspendenden Einheit wie einer Methylgruppe an der para-Position wie in den Derivaten 10b (R1 = Cl, R2 = 4-CH3, IC50 = 578 nM) und 10k (R1 = F, R2 = 4-CH3). , IC50 = 2226 nM) führte im Vergleich zu den unsubstituierten Phenylanaloga 10a und 10j zu einer verringerten Aktivität. Interessanterweise führte die Anbringung eines verzweigten Isopropylsubstituenten in 10i (R1 = Cl, R2 = 4-Isopropyl, IC50 = 36 nM) und 10p (R1 = F, R2 = 4-Isopropyl, IC50 = 97 nM) zu einer mehr als 16-fachen Steigerung in der Aktivität im Vergleich zu ihren para-methylsubstituierten Derivaten 10b und 10k.

Bewegung in die Meta-Position am terminalen Phenylring; Das Hinzufügen einer Methylgruppe in den Verbindungen 10c (R1 = Cl, R2 = 3-CH3, IC50 = 169 nM) und 10l (R1 = F, R2 = 3-CH3, IC50 = 317 nM) hatte im Zusammenhang keinen signifikanten Einfluss auf die Wirksamkeit zu den unsubstituierten Phenylderivaten 10a (R1 = Cl, R2 = H, IC50 = 138 nM) bzw. 10j (R1 = F, R2 = H, IC50 = 340 nM). Allerdings verbesserten die lipophileren elektronenziehenden Meta-Trifluormethyl-Gegenstücke 10f (R1 = Cl, R2 = 3-CF3, IC50 = 104,5 nM) und 10o (R1 = F, R2 = 3-CF3, IC50 = 38 nM) die Hemmwirkung um das wirksamste Derivat 10o unter den 6-Fluorchinolon-Derivaten zu ergeben.

Bemerkenswerterweise führte die Fusion eines zusätzlichen Heterocyclus an die meta- und para-Positionen des terminalen Phenyls, des Benzothiazol-Derivats 10 h (R1 = Cl, R2 = 4,5-Thiazolyl), zu einer etwa 5,5-fach verringerten Aktivität (IC50 = 937). nM).

Schließlich wirkten sich Positionsänderungen des Substituenten am anhängigen Phenyl auf die biologische Aktivität aus. Dies wurde durch Vergleich der IC50-Werte der Methylpositionsisomere 10b-d und 10k-m beobachtet. Die Reihenfolge der Aktivität war ortho-methylsubstituierte Derivate 10d (R1 = Cl, R2 = 2-CH3, IC50 = 69 nM) und 10m (R1 = F, R2 = 2-CH3, IC50 = 181 nM) > meta-methylsubstituierte Verbindungen 10c (R1 = Cl, R2 = 3-CH3, IC50 = 169 nM) und 10l (R1 = F, R2 = 3-CH3, IC50 = 317 nM) > para-methylsubstituierte Verbindungen 10b (R1 = Cl, R2 = 4-CH3 , IC50 = 578 nM) und 10k (R1 = F, R2 = 4-CH3, IC50 = 2226 nM). Die höhere Wirksamkeit der ortho-substituierten Derivate 10d und 10m kann auf volumetrische und damit konformationelle Änderungen zurückgeführt werden, die sich auf die Koplanarität im Molekül auswirken und zu günstigeren bioaktiven Konformeren führen33.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass zu den aktivsten Derivaten in beiden Serien die meta-Trifluormethyl-Derivate (10f und 10o) und para-Isopropyl-Derivate (10i und 10p) gehörten. Dies zeigt, dass die Einfügung einer elektronenziehenden oder spendenden lipophilen Gruppe mit beträchtlicher Sperrigkeit entweder an der Meta- oder Para-Position der Phenylharnstoffeinheit zu einer verbesserten Hemmaktivität aufgrund einer besseren Füllung des hydrophoben Bereichs des aktiven Zentrums von VEGFR-2 führte. Der abgeleitete SAR ist in Abb. 6 zusammengefasst. Basierend auf diesen Erkenntnissen und im Vergleich zu Sorafenib (IC50 = 45 nM); Wir können vorschlagen, dass die Verbindungen 10i (IC50 = 36 nM) und 10o (IC50 = 38 nM) als geeignete Kandidaten für weitere Untersuchungen als VEGFR-2-Inhibitoren dienen könnten.

Zusammenfassung der Ergebnisse der Struktur-Aktivitäts-Beziehungen für die VEGFR-2-Hemmaktivität.

Die Zielverbindungen 10a-p wurden auch auf ihre In-vitro-Antikrebsaktivität gegen die HepG2-Tumorzelllinie unter Verwendung von Sorafenib als Referenzarzneimittel getestet. Die erhaltenen Ergebnisse sind in Tabelle 2 aufgeführt. Dieser Test wurde mithilfe von 3-(4,5) durchgeführt -Dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazoliumbromid (MTT)-basiertes In-vitro-Toxikologie-Testkit von SIGMA (Katalognummer: M-5655). Eine Überexpression von VEGFR-2 wird bei verschiedenen Krebsarten beobachtet, beispielsweise beim hepatozellulären Karzinom34. Daher wurde die HepG2-Zelllinie für die Zytotoxizitätsbewertung des IC50 der getesteten Verbindungen 10a-p ausgewählt. Darüber hinaus gilt Leberkrebs als die sechsthäufigste bösartige Erkrankung und die vierthäufigste krebsbedingte Todesursache weltweit35.

Die Untersuchung der Ergebnisse der zytotoxischen Aktivität der synthetisierten Derivate gegen die HepG2-Tumorzelllinie zeigte eine Antikrebsaktivität mit IC50-Werten im Bereich von 0,88 bis 62,02 μM. Sieben Verbindungen 10a, 10c, 10d, 10e, 10i, 10n und 10o (IC50 = 4,60, 4,14, 1,07, 0,88, 1,60, 2,88 bzw. 2,76 μM) zeigten eine bessere antiproliferative Aktivität als Sorafenib (IC50 = 8,38 μM). Darüber hinaus zeigte ein Derivat 10p (R1 = F, R2 = 4-Isopropyl, IC50 = 8,14 μM) eine vergleichbare Aktivität wie Sorafenib.

In Übereinstimmung mit der SAR-Analyse der VEGFR-2-Hemmung der synthetisierten Derivate zeigten die meisten 6-Chlorchinolon-Derivate eine bessere Antikrebsaktivität als ihre entsprechenden 6-Fluorchinolon-Analoga. Außerdem Substitution am terminalen Phenylring mit einer para-Isopropylgruppe wie in den Derivaten 10i (R1 = Cl, R2 = 4-Isopropyl, IC50 = 1,60 μM) und 10p (R1 = F, R2 = 4-Isopropyl, IC50 = 8,14 μM). ) zeigte starke Antikrebsaktivität sowie 2-Methylsubstitution in den Derivaten 10d (R1 = Cl, R2 = 2-CH3, IC50 = 1 0,07 μM) und 10m (R1 = F, R2 = 2-CH3, IC50 = 13,01 μM). im Vergleich zu Sorafenib.

Eine Ausnahme bildeten Verbindungen mit para-Fluoro-Substituenten am terminalen Phenylring 10e (R1 = Cl, R2 = 4-F, IC50 = 0,88 μM) und 10n (R1 = F, R2 = 4-F, IC50 = 2,88 μM). erhöhte zytotoxische Aktivität unabhängig von ihrer moderaten VEGFR-2-Hemmwirkung.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die zytotoxische Aktivität der meisten getesteten Verbindungen mit der SAR-Analyse ihrer VEGFR-2-Hemmaktivitäten übereinstimmte, was darauf hindeutet, dass die starke Antikrebsaktivität der synthetisierten Verbindungen auf ihre VEGFR-2-Hemmaktivität zurückzuführen sein könnte.

Die Verbindungen 10i und 10o zeigten die beste VEGFR-2-Inhibitoraktivität (IC50 = 36 bzw. 38 nM) mit starker zytotoxischer Aktivität gegen HepG2-Tumorzellen (IC50 = 1,60 bzw. 2,76 μM); Folglich wurden sie einem Zytotoxizitätsscreening gegen die normale Transformed Human Liver Epithelial-2-Zelllinie (THLE-2) unter Verwendung von Sorafenib als Referenzarzneimittel unterzogen (Tabelle 3). Der Selektivitätsindex (SI) der entwickelten Verbindungen wurde als Verhältnis von CC50 gegenüber der normalen Zelllinie (THLE-2) zu IC50 bei der Krebszelllinie (HepG2) berechnet, was die Selektivität dieser Verbindungen und dementsprechend ihr Sicherheitsprofil widerspiegelt. Die Verbindungen 10i und 10o berichteten über höhere Selektivitätsindizes (SI = 13,13 bzw. 5,52) als das Referenzarzneimittel Sorafenib (SI = 2,20), was auf ein akzeptables Zytotoxizitätsprofil hinweist. Da Verbindung 10i eine höhere Selektivität als 10 o aufwies, wurde sie für weitere Untersuchungen ausgewählt.

Ein Kennzeichen von Krebszellen ist der Verlust der apoptotischen Kontrolle, wodurch die Zellen länger überleben und mehr Zeit für die Anhäufung von Mutationen haben, die die Invasivität während der Tumorprogression erhöhen, die Angiogenese stimulieren, die Zellproliferation deregulieren und die Differenzierung beeinträchtigen können36. Darüber hinaus wurde berichtet, dass die Hemmung von VEGFR-2 in Krebszellen Apoptose auslöst, was synergistisch die Antikrebswirkung verstärkt37.

Um die Fähigkeit des stärksten VEGFR-2-Inhibitors 10i zur Wiederherstellung der Apoptose zu untersuchen, wurden HepG2-Krebszellen 48 Stunden lang mit Verbindung 10i in seiner IC50-Konzentration behandelt. Unbehandelte HepG2-Zellen wurden als Negativkontrolle eingesetzt und die Ergebnisse sind in Tabelle 4 und Abb. 7 dargestellt. Das Chinolon-Derivat 10i verursachte einen signifikanten Anstieg im Frühstadium (2,43 % der Zellpopulation), im Spätstadium (19,28 % der Zellpopulation) und in der Kombination Apoptose (21,72 % Zellpopulation) Quartile. Studien haben auch ein ähnliches, jedoch etwas schwächeres apoptotisches Profil für das Referenzarzneimittel Sorafenib berichtet, wobei 2,17 % der Zellpopulation in der frühen apoptotischen Phase, 4,2 % in der späten apoptotischen Phase und 6,37 % in der kombinierten Apoptose beobachtet wurden38. Dies wiederum liefert eine starke Unterstützung für die Fähigkeit der Verbindung 10i, die Apoptose in HepG2 wiederherzustellen und als Antikrebsmittel zu wirken.

Apoptose in HepG2-Zellen nach 48-stündiger Exposition gegenüber Verbindung 10i. Zytogramme mit Annexin-V/Propidiumiodid-gefärbten unbehandelten HepG2-Zellen als Negativkontrolle (A), mit Verbindung 10i behandelten Zellen (B) und Darstellung der Ergebnisse der Apoptoseanalyse (C). Quadrantendiagramme zeigen Q2-1 (nekrotische Zellen, AV-/PI +), Q2-2 (späte apoptotische Zellen, AV + /PI +), Q2-3 (normale Zellen, AV-/PI-), Q2-4 ( frühe apoptotische Zellen, AV + /PI-). Die dargestellten Daten sind der Durchschnitt dreifacher experimenteller Versuche ± SD. *** bezieht sich auf p-Werte ≤ 0,0005.

DNA-Durchflusszytometrie wurde verwendet, um die Zellzykluskinetik von HepG2-Krebszellen zu analysieren, wenn sie 48 Stunden lang mit Verbindung 10i in seiner IC50-Konzentration vorbehandelt wurden. Als Negativkontrolle galten nicht behandelte HepG2-Zellen. Der Assay erwies sich als hilfreich bei der Bestimmung der genauen Phasen des Zellzyklus, die von der Zielverbindung 10i betroffen waren (Tabelle 5, Abb. 8). In Übereinstimmung mit den Ergebnissen des Apoptose-Assays verursachte die Anwendung von Verbindung 10i eine starke Sequestrierung von Zellen in Sub-G1(G0), was auf eine Apoptose-verstärkende Aktivität39 sowie eine Akkumulation von Zellen in der G2-Phase hinweist, wodurch ein Fortschreiten des Zellzyklus in die Phase verhindert wurde M-Phase. Darüber hinaus verringerte die Verbindung die Häufigkeit von Zellen in der S-Phase deutlich und unterbrach so die DNA-Synthese. Die Verbindung verursachte auch eine bemerkenswerte Verringerung der Häufigkeit von Zellen, die in die G1-Phase übergehen, um mit dem Zellzyklus fortzufahren, wodurch das Fortschreiten des Zyklus verlangsamt wurde. Die Literaturrecherche ergab auch eine große Ähnlichkeit in der Zellzykluskinetik von HepG2-Zellen nach 48-stündiger Anwendung des Referenzarzneimittels Sorafenib mit seinem IC50; Eine Einzelbehandlung mit Sorafenib führte zur Sequestrierung von Zellen im PreG1 (oder Sub-G1 (G0)) sowie zum Stillstand des Zellwachstums in der G2/M-Phase38.

Zytogramme, die die Zellzyklusanalyse von A549-Zellen zeigen. (A) stellt unbehandelte HepG2-Zellen dar (Kontrolle), (B) stellt HepG2-Zellen nach 48-stündiger Exposition gegenüber Verbindung 10i (behandelt) dar, (C) ein Diagramm, das den Prozentsatz der HepG2-Zellpopulation in verschiedenen Zellzyklusphasen zeigt. *** bezieht sich auf p-Werte ≤ 0,0005.

RT-qPCR wurde durchgeführt, um die relative normalisierte Genexpression des VEGFR-2-Gens in HepG2-Krebszellen zu bewerten, wenn sie 48 Stunden lang mit Verbindung 10i in seiner IC50-Konzentration vorbehandelt wurden, wobei unbehandelte HepG2-Zellen als Negativkontrolle verwendet wurden. Die Ergebnisse zeigten einen bemerkenswerten Rückgang der VEGFR-2-Expression nach Zugabe unseres Chemotherapeutikums 10i, wodurch die VEGFR-2-Expression im Vergleich zu unbehandelten Zellen um 84 % (8,4-fach) verringert wurde (Abb. 9). Im Vergleich zum Referenzarzneimittel Sorafenib besitzt unsere Verbindung (10i) eine überschüssige Aktivität auf HepG2-Zellen. Beispielsweise ist Sorafenib für seine Fähigkeit bekannt, VEGFR-2 in bestimmten Arten von Krebszellen, darunter A549 und Hela, herunterzuregulieren, nicht jedoch in HepG2-Zellen, da Sorafenib bei Einführung in HepG2-Zellen eine Hochregulierung von VEGFR-2 verursachte40. Daher wird vermutet, dass 10i bei hepatozellulärem Karzinom vorteilhafter ist, wo es zu einer bemerkenswerten Herunterregulierung der VEGFR-2-Expression in HepG2-Zellen führte.

Echtzeit-PCR-Analysedaten, die die relative normalisierte Expression von VEGFR-2 nach Exposition von HepG2-Zellen gegenüber Verbindung 10i zeigen. Jeder Wert stellt drei Replikate dar. Das β-Actin-Gen wurde als Referenzgen für die Normalisierung und zur Berechnung der relativen Expression basierend auf der 2−ΔΔCt-Methode41 verwendet.

Die wahrscheinliche mechanistische Wirkung von 10i wurde weiter auf die beiden apoptotischen Marker Bax und Caspase-7 untersucht. Bax und Caspase-7 wurden als frühe bzw. späte apoptotische Marker ausgewählt42,43.

Western Blot wurde durchgeführt, um die relative normalisierte Proteinexpression der apoptotischen Proteine ​​Bax und Caspase-7 in HepG2-Krebszellen nach 48-stündiger Vorbehandlung mit Verbindung 10i in seiner IC50-Konzentration im Vergleich zu nicht behandelten HepG2-Zellen zu bewerten. Eine signifikante Erhöhung der Proteinexpression von Bax und Caspase-7 wurde in behandelten Zellen gezeigt, in denen 10i die Proteinexpression von Bax und Caspase-7 im Vergleich zur Negativkontrollgruppe signifikant um das 20-fache bzw. 6-fache induzierte (Abb . 10). Eine frühere Studie von Li et al. berichteten über ähnliche Ergebnisse für das Referenzarzneimittel Sorafenib hinsichtlich seiner Fähigkeit, die Expression von Caspase-7 in HepG2-Zellen signifikant hochzuregulieren, jedoch wurde über keine signifikante Hochregulierung des proapoptotischen Markers Bax berichtet44. Die aktuellen Ergebnisse liefern starke Beweise für die positive apoptotische Aktivität der Verbindung 10i in HepG2-Zellen, die mit ihrer hemmenden Aktivität auf die Zellproliferation einhergeht.

(A) Repräsentative Western Blots für HepG2-Spiegel von Bax und Caspase-7 sowohl in mit Verbindung (10i) behandelten als auch in unbehandelten Gruppen. (B) Eine Balkendiagrammdarstellung für die relative Proteinexpression von Bax, normalisiert auf β-Actin-Spiegel. (C) Eine Balkendiagrammdarstellung für die relative Proteinexpression von Caspase-7, normalisiert auf β-Actin-Spiegel. Die Daten werden als Mittelwert ± SD (n = 3) dargestellt. Die statistische Analyse wurde mithilfe einer einfaktoriellen ANOVA und anschließendem Tukey-Kramer-Post-hoc-Test durchgeführt. *** zeigt einen signifikanten Unterschied gegenüber der Kontrollgruppe bei p < 0,001 an.

Molekulare Modellierung ist eine rechnerische Methode zur Simulation des Verhaltens von Molekülen im aktiven Zentrum biologischer Ziele. Aufgrund der enormen Zunahme der verfügbaren Strukturdaten für Proteine ​​sowie der großen Fortschritte auf dem Gebiet der Computertechniken und Hardware wurden hochpräzise Docking-Methoden entwickelt, um den mehrstufigen Prozess des Arzneimitteldesigns zu unterstützen45,46. Mithilfe der Software „Molecular Operating Environment“ (MOE) Version 2019.01 wurden Docking-Studien durchgeführt, um die entworfenen Moleküle in das aktive Zentrum des VEGFR-2 (PDB-Code: 4ASD) einzupassen und ihren plausiblen Bindungsmodus innerhalb der Reste des aktiven Zentrums vorherzusagen. Das Andocken erfolgte mithilfe der Alpha-Dreieck-Platzierungsmethode, die Posen wurden anhand der Affinitäts-London-dG-Bewertung priorisiert und die Ergebnisse wurden mithilfe eines Kraftfelds verfeinert. Die Docking-Scores der besten Posen wurden aufgezeichnet (Tabelle 6) sowie ihre Interaktionen innerhalb des aktiven Zentrums (Daten nicht gezeigt). Es wurde festgestellt, dass alle synthetisierten Verbindungen gut in das aktive Zentrum von VEGFR-2 (PDB-ID: 4ASD) passen und ähnliche Bindungsmodi wie das Referenzmolekül Sorafenib aufweisen. Die Docking-Scores der Mitglieder dieser Serie lagen im Bereich von –9,96 bis –8,40 kcal/mol und waren damit besser als der Docking-Score des Referenzarzneimittels Sorafenib (S-Score = –7,79 kcal/mol). In unserem Design wurde ein Chinolincarboxamid-Kern verwendet, bei dem die Amidgruppe an der 3-Position des Chinolinkerns einen pseudo-sechsgliedrigen Ring mit der Carbonylgruppe an Position 4 bildete; Dies half bei der korrekten Ausrichtung der neuen Derivate über den allosterischen Kanal in Richtung der hydrophoben Tasche innerhalb der Tasche von VEGFR-2. Darüber hinaus zeigten alle Verbindungen eine gute Korrelation zwischen den Docking-Ergebnissen und der VEGFR-2-Hemmaktivität. Als Beispiel werden hier Docking-Ergebnisse von Verbindung 10i vorgestellt. 10i zeigte den zweitbesten Docking-Score –9,72 kcal/mol und bildete Schlüsselwechselwirkungen mit den Aminosäuren des aktiven Zentrums von VEGFR-2, vergleichbar mit Sorafenib, wo der Harnstoff NH von 10i eine Wasserstoffbrücke mit Glu 885 bildete, der Harnstoff C=O ein weiteres H bildete Bindung mit Asp 1046 und der zentrale Phenylring war an einer pi-H-Wechselwirkung mit Phe 2047 beteiligt (Abb. 11). Der terminale Phenylring mit der lipophilen Isopropylgruppe passte in die hydrophobe hintere Tasche, die mit den hydrophoben Seitenketten von Ile888, Leu889, Ile892, Leu1019 und Ile1044 ausgekleidet war. Somit könnte die erhöhte Bindungsaffinität von 10i auf eine Zunahme der hydrophoben Wechselwirkung mit der Gesäßtasche zurückgeführt werden. Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit der starken VEGFR-2-Hemmaktivität von 10i (IC50 = 36 nM) und beweisen somit unsere Hypothese und unterstützen unsere Designstrategie.

Linkes Feld: 2D-Wechselwirkungen von Sorafenib; rechtes Feld: 2D-Wechselwirkungen der Verbindung 10i (PDB-ID: 4ASD).

Die Absorptions-, Verteilungs-, Stoffwechsel- und Ausscheidungseigenschaften (ADME) von 10i wurden mit Biovia Discovery Studio vorhergesagt. 10i zeigte ein vielversprechendes pharmakokinetisches Profil mit guter bis mäßiger GIT-Absorption; Keine Blut-Hirn-Permeabilität, was auf das Fehlen potenzieller ZNS-Nebenwirkungen hinweist, und keine Hemmung von Cytochrom P450 2D6, was darauf hinweist, dass keine möglichen Arzneimittelwechselwirkungen vorliegen. Die Ergebnisse sind in Tabelle 7 und Abb. 12 dargestellt.

ADME-Diagramm für Verbindungen 10i.

Darüber hinaus wurden die arzneimittelähnlichen Eigenschaften dieser Verbindung mit SWISS ADME (http://www.swissadme.ch/index.php) vorhergesagt und die vorhergesagten Parameter sind in Tabelle 8 dargestellt. Es wurde vorhergesagt, dass 10i der Lipinski-Regel von fünf mit Null folgt Verstöße deuten auf eine gute orale Bioverfügbarkeit hin, außerdem wurde vorausgesagt, dass es sich nicht um ein P-Glykoprotein-Substrat mit geringem Potenzial für den Ausfluss aus Krebszellen handelt. Für diese Verbindung wurden keine unerwünschten Substrukturalarme wie Schmerz- und Brenk-Alarme vorhergesagt, was darauf hindeutet, dass sie spezifisch ist.

In der aktuellen Studie wurde eine Reihe neuartiger, auf Chinolon-3-Carboxamid basierender Moleküle 10a-p entworfen und synthetisiert. Alle Zielmoleküle wurden in vitro auf ihre VEGFR-2-Inhibitoraktivität und ihre zytotoxische Aktivität gegen HepG2-Tumorzellen getestet. Im Allgemeinen zeigten die meisten Verbindungen eine starke bis mäßige VEGFR-2-Inhibitoraktivität mit einem IC50-Wert im Bereich von 36 nM bis 0,578 µM im Vergleich zum Referenzarzneimittel Sorafenib als Referenzarzneimittel mit einem IC50 = 45 nM, während sieben Verbindungen eine bessere zytotoxische Aktivität als Sorafenib zeigten. Die Verbindungen 10i und 10o zeigten die beste VEGFR-2-Inhibitoraktivität mit starker zytotoxischer Aktivität gegen die HepG2-Tumorzelllinie. Daher wurde ihr Selektivitätsindex berechnet, der ihr tolerierbares Zytotoxizitätsprofil zeigt. Als stärkster VEGFR-2-Inhibitor mit hoher selektiver Zytotoxizität wurde Derivat 10i als Vertreter dieser Reihe neuer Chinolone für weitere mechanistische Untersuchungen herangezogen. HepG2-Zell-Apoptose-Profiling, Zellzyklusanalyse, Caspase-7- und BAX-Proteinexpressionsniveaus und VEGFR-2-Genexpressionsniveau nach Behandlung von HepG2-Zellen mit 10i wurden bewertet und es wurde festgestellt, dass sie durch die Behandlung signifikant beeinflusst werden und die Apoptose dieser Krebszellen begünstigen. Darüber hinaus wurde eine In-silico-Docking-Studie durchgeführt, um die möglichen Wechselwirkungen zwischen diesen Molekülen und den Aminosäuren innerhalb der Bindungsstelle von VEGFR-2 vorherzusagen. Die Ergebnisse stimmten grundsätzlich mit den biologischen Daten überein. Darüber hinaus zeigte die in silico ADME-Vorhersage der pharmakokinetischen und arzneimittelähnlichen Eigenschaften von 10i vielversprechende Ergebnisse. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass Verbindung 10i ein geeigneter Kandidat für weitere Untersuchungen als antiproliferativer Wirkstoff mit Wirkung durch VEGFR-2-Hemmung sein könnte.

Die Schmelzpunkte wurden mit dem Gerät Stuart SMP3 Version 5.0 unter Verwendung der Methode der offenen Kapillare bestimmt und waren unkorrigiert. Infrarotspektren wurden mit Shimadzu-FTIR-Spektroskopie unter Verwendung von KBR-Scheiben aufgezeichnet und in Wellenzahl (cm−1) an der Fakultät für Pharmazie der Universität Kairo erhalten. 1H-NMR-Spektren wurden mit einem Bruker-Spektrophotometer (400 MHz) an der Fakultät für Pharmazie der Ain Shams University oder mit einem JEOL-Spektrophotometer (500 MHz) am National Research Center in DMSO-d6 als Lösungsmittel durchgeführt und die chemischen Verschiebungen wurden in δ angegeben als Teile pro Million (ppm) feldabwärts von Tetramethylsilan (TMS) als internem Standard. 13C-NMR-Spektren wurden mit einem Bruker-Spektrophotometer (100 MHz) an der Fakultät für Pharmazie der Universität Ain Shams oder mit einem JEOL-Spektrophotometer (125 MHz) am National Research Center in DMSO-d6 als Lösungsmittel erhalten und die chemischen Verschiebungen wurden in δ angegeben Teile pro Million (ppm) feldabwärts von Tetramethylsilan (TMS) als internem Standard. Die elementare Mikroanalyse wurde am Regionalzentrum für Mykologie und Biotechnologie der Al-Azhar-Universität durchgeführt. Die Reaktionen wurden durch TLC (Merck, Deutschland) überwacht, eine Methylenchlorid/Methanol-Mischung (9:1) wurde als Elutionslösungsmittel verwendet und Flecken wurden durch eine UV-Lampe sichtbar gemacht. Alle Reagenzien und Lösungsmittel wurden mit den Standardtechniken gereinigt und getrocknet. Alle Verbindungen wurden mithilfe der chemischen Namensfunktion der ChemDraw Ultra 12.0-Software chemisch benannt.

Das substituierte Anilin 1a oder 1b (0,02 Mol) wurde mit Diethylethoxymethylenmalonat (0,0216 Mol, 4,67 g, 4,36 ml) 6 Stunden lang auf 125–135 °C erhitzt, wodurch Ethanol freigesetzt wurde. Die entsprechenden Diethylanilinomethylenmalonat-Derivate 2a,b wurden als braunes Öl hergestellt, das zu einem halbfesten Stoff abgekühlt wurde. Das erhaltene Produkt wurde mit Hexan und anschließend mit Petrolether gereinigt und schließlich trocknen gelassen23,46,47,48.

Ausbeute: 78,5 %; Schmp.: 63–65 °C wie angegeben.

Ausbeute: 55,7 %; Schmp.: 68–70 °C wie angegeben.

Das Diethylanilinomethylenmalonat-Derivat 2a oder 2b (0,015 Mol) wurde mit Diphenylether (0,01 Mol, 1,7 g, 1,5 ml) 1 Stunde lang auf 220 °C erhitzt und dann 2 Stunden lang in ein Sandbad überführt. Abkühlen dieser Reaktionsmischung ergab einen Niederschlag, der abfiltriert, mit Hexan und dann mit Diethylether gewaschen und getrocknet wurde, um den 6-substituierten Ethyl-4-oxo-1,4-dihydrochinolin-3-carboxylat 3a,b23,49 zu ergeben.

Ausbeute: 62,7 %; Schmelzpunkt: > 300 °C wie berichtet.

Ausbeute: 44 %; Schmp.: 273–275 °C wie angegeben.

Eine Suspension des 6-substituierten Chinolonesters 3a oder 3b (0,01 mmol) in 1 M wässriger NaOH (60 ml) wurde 3 Stunden lang unter Rückfluss erhitzt. Nach dem Abkühlen auf Raumtemperatur wurde diese Mischung mit einem Büchner-Trichter filtriert. Anschließend wurde das Filtrat mit verdünnter HCl angesäuert. Der gebildete Niederschlag wurde filtriert und mehrmals mit Wasser gewaschen und dann trocknen gelassen, was die reine Säure ergab49,50.

Ausbeute: 67 %; Schmp.: 260–262 °C wie angegeben. 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 15,06 (s, 1H, COOH, D2O austauschbar), 8,91 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,18 (d, J = 2,4 Hz, 1H, H -5-Chinolin), 7,90 (dd, J = 8,8, 2,4 Hz, 1H, H-7-Chinolin), 7,83 (d, J = 8,9 Hz, 1H, H-8-Chinolin).

Ausbeute: 77,2 %; Schmp.: 286–288 °C wie angegeben. 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 15,13 (s, 1H, COOH, D2O austauschbar), 8,88 (s, 1H, H-5-Chinolin), 7,85 Bereich (m, 2H, H-5 und H -8-Chinolin), 7,76 (dt, J = 6,7, 1,95 Hz, 1H, H-7-Chinolin).

Natriumazid (2,86 g, 0,0441 Mol) wurde in 15 ml Wasser gelöst und in einem Eisbad gekühlt. Eine Lösung von 4-Nitrobenzoylchlorid (5) (5 g, 0,027 Mol), gelöst in 15 ml trockenem Aceton, wurde tropfenweise über 1 gegeben H. Die Reaktionsmischung wurde 30 Minuten lang gerührt, gefolgt von der Zugabe von 15 ml Wasser und kontinuierlichem Rühren für weitere 30 Minuten. Es bildet sich ein Niederschlag, der durch Filtration gesammelt und anschließend mit Wasser gewaschen und schließlich trockengetrocknet wird, um 4-Nitrobenzoylazid (6) als leicht gelbe Flocken zu ergeben. Ausbeute: 60 %; Schmelzpunkt: 71 °C wie angegeben.

4-Nitrobenzoylazid (6) (3,84 g, 0,02 mmol) wird 1 Stunde lang in 60 ml trockenem Toluol unter Rückfluss erhitzt, um das 4-Nitrobenzoylisocyanat (7) zu ergeben, das in der nächsten Reaktion als Zwischenprodukt ohne weitere Isolierung und Reinigung eingesetzt wird52, 53.

Zu einer heißen Lösung von 0,02 mmol 1-Isocyanato-4-nitrobenzol (7) in 60 ml trockenem Toluol wurden 0,02 mmol substituiertes Anilin gegeben und 6 Stunden lang unter Rückfluss erhitzt. Es bildete sich ein Niederschlag, der heiß filtriert und dann mit heißem Toluol gewaschen wurde, um die 1-(4-Nitrophenyl)-3-phenylharnstoff-Derivate 8a-i zu ergeben.

Ausbeute: 99 %; Schmp.: 207–209 °C wie angegeben.

Ausbeute: 85 %; Schmp.: 187–189 °C wie angegeben.

Ausbeute: 92 %; MP: 199–2010 °C wie berichtet.

Ausbeute: 91 %; Schmelzpunkt: 195–197 °C.

Ausbeute: 89 %; Schmp.: 249–251 °C wie angegeben.

Ausbeute: 94 %; Schmp.: 259–261 °C wie angegeben.

Ausbeute: 90 %; Schmp.: 289–291 °C wie angegeben.

Ausbeute: 92 %; Schmp.: 237–239 °C wie angegeben.

Ausbeute: 91 %; Schmelzpunkt: 218–220 °C.

18 g (0,075 Mol) kristallisiertes Natriumsulfid, Na2S.9H2O, wurden in 50 ml Wasser gelöst; Geben Sie dann unter ständigem Rühren 6 g (0,0714 mol) endgültig pulverisiertes Natriumhydrogencarbonat in kleinen Portionen hinzu. Nachdem das gesamte Carbonat aufgelöst ist, werden 50 ml Methanol hinzugefügt und das ausgefallene Natriumcarbonat durch Vakuumfiltration abfiltriert. Zum Waschen des Niederschlags wurden drei 8-ml-Portionen Methanol verwendet. Das Filtrat und die Waschlösungen, die etwa 3,9 g Natriumhydrogensulfid (NaHS) in Lösung enthielten, wurden zurückbehalten und direkt anschließend zur Reduktion verwendet. Es wurden 0,015 mol der 1-(4-Nitrophenyl)-3-aryluharnstoff-Derivate 8a-i in 50 ml Methanol heiß aufgelöst und anschließend unter Schütteln die Hälfte der zuvor hergestellten methanolischen Lösung von Natriumhydrogensulfid zugegeben, 16 Stunden unter Rückfluss gehalten . wurde durchgeführt, wobei jegliches weitere Natriumcarbonat, das ausfallen könnte, ignoriert wurde. Die Reaktionsmischung wurde abkühlen gelassen und dann filtriert, um den Niederschlag aufzufangen. Zur Reinigung des Produkts; Der Niederschlag wurde in verdünnter Lösung gelöst. HCl, filtriert mit einem Büchner-Trichter, das Filtrat wurde mit NaHCO3 neutralisiert, was zur erneuten Ausfällung der reinen 1-(4-Aminophenyl)-3-aryharnstoff-Derivate 9a-i führte, die durch Filtration gesammelt und getrocknet wurden.

Ausbeute: 21 %; Schmelzpunkt: 224–227 °C; 1H NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 8,47 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,13 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,41 (d, J = 7,7 Hz, 2H, Ar– H), 7,22 (t, J = 7,8 Hz, 2H, Ar–H), 7,07 (d, J = 8,6 Hz, 2H, Ar–H), 6,90 (t, J = 7,3 Hz, 1H, Ar–H) , 6,51 (d, J = 8,7 Hz, 2H, Ar–H), 4,76 (s, 2H, NH2, D2O austauschbar).

Ausbeute: 28 %; Schmelzpunkt: > 300 °C; 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 8,36 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,08 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,29 (d, J = 8,0 Hz, 2H, Ar– H), 7,04 (m, 4H, Ar–H), 6,49 (d, J = 8,3 Hz, 2H, Ar–H), 4,74 (s, 2H, NH2, D2O austauschbar), 2,22 (s, 3H, -CH3 ).

Ausbeute: 36,3 %; Schmelzpunkt: > 300 °C; 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ 8,39 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,11 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,26 (s, 1H, Ar–H), 7,18 (d, J = 8,8 Hz, 1H, Ar–H), 7,10 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Ar–H), 7,05 (d, J = 8,7 Hz, 2H, Ar–H), 6,73 (d, J = 7,4 Hz, 1H, Ar–H), 6,49 (d, J = 8,7 Hz, 2H, Ar–H), 4,79 (s, 2H, NH2, D2O austauschbar), 2,25 (s, 3H, -CH3).

Ausbeute: 30,55 %; Schmelzpunkt: > 300 °C; 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 8,54 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,84 (d, J = 8,4 Hz, 1H, Ar–H), 7,72 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,10 (m, 7,6 Hz, 2H, Ar–H), 7,07 (d, J = 8,8 Hz, 2H, Ar–H), 6,87 (m, 1H, Ar–H), 6,50 (d, J = 8,8 Hz, 2H, Ar–H), 4,77 (s, 2H, NH2, D2O austauschbar), 2,21 (s, 3H, -CH3).

Ausbeute: 30 %; Schmelzpunkt: 273–275 °C; 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 8,70 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,28 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,45–7,41 (m, 2H, Ar–H), 7,10–7,05 (m, 4H, Ar–H), 6,52–6,50 (m, 2H, Ar–H), 4,74 (s, 2H, NH2, D2O austauschbar).

Rendite: 6,1 %; Schmelzpunkt: 147–149 °C; 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 9,34 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,75 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,04 (s, 1H, Ar–H), 7,58 ( d, J = 8,3 Hz, 1H, Ar–H), 7,41 (t, J = 7,9 Hz, 1H, Ar–H), 7,21 (d, J = 7,8 Hz, 1H, Ar–H), 7,11 (d, J = 8,3 Hz, 2H, Ar–H), 6,48 (d, J = 8,2 Hz, 2H, Ar–H), 4,77 (s, 2H, NH2, D2O austauschbar).

Ausbeute: 21 %; Schmelzpunkt: 217–219 °C; 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 9,3 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,79 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,74 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Ar– H), 7,53 (d, J = 8,8 Hz, 2H, Ar–H), 7,13 (d, J = 8,3 Hz, 2H, Ar–H), 6,47 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Ar–H) , 4,75 (s, 2H, NH2, D2O austauschbar).

Ausbeute: 33 %; Schmelzpunkt: > 300 °C; 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 9,19 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,89 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,35 (m, 2H, H-2 und H-7 Benzo[d]thiazol), 7,95 (d, J = 8,8 Hz, 1H, H-4 Benzo[d]thiazol), 7,45 (d, J = 8,9 Hz, 1H, H-5 Benzo[d]thiazol), 7,10 (d, J = 8,3 Hz, 2H, Ar–H), 6,52 (d, J = 8,2 Hz, 2H, Ar–H), 4,81 (s, 1H, -NH, D2O austauschbar), 4,78 (s, 1H, NH, D2O austauschbar).

Ausbeute: 5 %; Schmelzpunkt: 183 °C; 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 8,43 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,14 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,31 (d, J = 8,1 Hz, 2H, Ar– H), 7,13–7,06 (m, 4H, Ar–H), 6,49 (d, J = 8,3 Hz, 2H, Ar–H) C6H4), 4,76 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 4,73 (s, 1H, NH, D2O austauschbar) 2,84–2,77 (m, 1H, -CH(CH3)2), 1,16 (d, J = 7,0 Hz, 6H, -CH(CH3)2).

Die Chinolincarbonsäure 4a oder 4b (1,0 mmol) wird mit HATU (1,5 mmol) und Diisopropylethylamin (3 mmol) in wasserfreiem Dimethylformamid 1 Stunde lang in einem Eisbad (0 °C) gerührt. Anschließend erfolgte die Zugabe des entsprechenden Amins 9a-i (1,5 mmol). Die Mischung wurde über Nacht bei Raumtemperatur unter ständigem Rühren stehengelassen. Die Mischung wurde langsam über Eiswasser gegossen, um einen Niederschlag zu bilden, der filtriert und nacheinander mit Ethylacetat, Ethanol und schließlich Methanol gewaschen wurde, um die endgültigen Zielverbindungen 10a–p zu ergeben. (IR-, 1H-NMR- und 13C-NMR-Diagramme für Spektralanalysen für die Derivate 10a–p finden Sie im Zusatzmaterial, Abbildungen S1–S45).

Hellgelb-orangefarbener feiner Niederschlag; Ausbeute: 62,5 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3398–3263 (4 NH), 3086 (CH aromatisch), 1674–1650 (3 C=O).1H NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,22 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,90 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,64 (s, 2H,2NH, D2O austauschbar), 8,25 (s, 1H, H-5 Chinolin), 7,83 (d, J = 9,1 Hz, 1H, H-7 Chinolin), 7,79 (d, J = 9,0 Hz, 1H, H-8 Chinolin), 7,64 (d, J = 9,1, 2H, Ar–H), 7,46 – 7,44 (m, 4H, Ar–H), 7,30 – 7,26 (m, 2H, Ar–H), 6,94 (t, J = 9,2 Hz, 1H, Ar–H). 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,04, 162,17, 152,57, 144,59, 139,79, 138,12, 135,41, 133,10, 132,89, 129,79, 128,76 (2C), 127,05, 124,37, 121,84, 121,72, 120,20 (2C) , 118,86 (2C), 118,15(2C), 111,01. Anal. Berechnet für C23H17ClN4O3 (432,86): C, 63,82; H, 3,96; N, 12.94.; Gefunden: C, 64,05; H, 4,12; N, 13.18.

Gelber Niederschlag; Ausbeute: 32,8 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3275 (br., 4 NH), 3062 (CH aromatisch), 2962 (CH aliphatisch), 1654–1639 (3 C=O). 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,19 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,89 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,57 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,51 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,23 (d, J = 2,3 Hz, 1H, H-5 Chinolin),7,81 (dd, J = 8,6, 2,3 Hz, 1H, H-7 Chinolin), 7,76 ( d, J = 8,9 Hz, 1H, H-8 Chinolin),7,63 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H),7,43 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Ar–H), 7,33 (d , J = 8,0 Hz, 2H, Ar–H),7,07 (d, J = 8,0 Hz, 2H, Ar–H),2,24 (s, 3H, CH3). 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,07, 162,10, 152,61, 144,47, 137,96, 137,20, 135,53, 132,98, 130,53, 129,83 (2C), 129,15 (2C), 127,0 3, 124,38, 121,73, 120,19 (2C ), 118,78 (2C), 118,25 (2C), 111,05, 20,32. Anal. Berechnet für C24H19ClN4O3 (446,89): C, 64,50; H, 4,29; N, 12,54. Gefunden: C, 64,29; H, 4,53; N, 12,79.

Buff-Niederschlag; Ausbeute: 23,88 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3348 (br., 4 NH), 3082 (CH aromatisch), 3966 (CH aliphatisch), 1670–1651 (3 C=O). 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,20 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,88 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,61 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,55 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,23 (d, J = 2,4 Hz, 1H, H-5 Chinolin), 7,80 (dd, J = 8,7, 2,5 Hz, 1H, H-7 Chinolin),7,76 ( d, J = 9,0 Hz, 1H, H-8 Chinolin),7,63 (d, J = 8,6 Hz, 2H, Ar–H), 7,44 (d, J = 8,8 Hz, 2H, Ar–H), 7,30 (s , 1H, Ar–H),7,22 (d, J = 8,2 Hz, 1H, Ar–H), 7,13 (t, J = 7,8 Hz, 1H, Ar–H), 6,77 (d, J = 7,4 Hz, 1H , Ar–H), 2,28 (s, 3H, CH3). 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,07, 162,11, 152,54, 144,45, 139,69, 137,96, 137,91, 135,44, 133,05, 132,92, 129,82, 128,59, 12 7,02, 124,38, 122,47, 121,72, 120,19 (2C), 118,82 (2C), 118,67, 115,33, 111,04, 21,23. Anal. Berechnet für C24H19ClN4O3 (446,89): C, 64,50; H, 4,29; N, 12,54. Gefunden: C, 64,34; H, 4,50; N, 12,76.

Gelber Niederschlag; Ausbeute: 37,3 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3282 (br., 4 NH), 3082 (CH aromatisch), 2962 (CH aliphatisch), 1660–1639 (3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,23 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 9,02 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,89 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,23 (s, 1H, H-5-Chinolin), 7,91 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,86 – 7,82 (m, 2H. H-7 und H-8-Chinolin), 7,78 (m, 1H, Ar –H), 7,64 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Ar–H), 7,45 (d, J = 8,6 Hz, 2H, Ar–H), 7,17–7,12 (m, 2H, Ar–H), 6,95 –6,92 (m, 1H, Ar–H), 2,24 (s, 3H, CH3). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,05, 162,13, 152,67, 144,50, 138,04, 137,46, 135,59, 132,97, 132,96, 130,14, 129,79, 127,45, 12 7,03, 126,11, 124,36, 122,57, 121,78, 121,01, 120,24 (2C), 118,65 (2C), 111,04, 17,83. Anal. Berechnet für C24H19ClN4O3 (446,89):C, 64,50; H, 4,29; N, 12,54. Gefunden: C, 64,59; H, 4,38; N, 12,68.

Hellgelber Niederschlag; Ausbeute: 29,6 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3290 (br., 4 NH), 3082–3008 (CH aromatisch), 1659–1636 (3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,26 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,90 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,70 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,65 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,23 (d, J = 2,4 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 7,81 (dd, J = 8,7, 2,5 Hz, 1H, H-7-Chinolin), 7,77 (d, J = 9,0 Hz, 1H, H-8-Chinolin), 7,64 (d, J = 8,6 Hz, 2H, Ar–H), 7,48–7,43 (m, 4H, Ar–H), 7,13–7,09 (m, 2H, Ar–H). 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,07, 162,25, 152,71, 144,67, 138,22, 136,14, 135,39, 133,17, 129,83, 127,10, 124,40, 121,93, 12 0,23 (2C), 120,01, 119,93 (2C), 118,99 (2C), 115,39 (2C), 115,17, 111,03. Anal. Berechnet für C23H16ClFN4O3 (450,85): C, 61,27; H, 3,58; N, 12.43. Gefunden: C, 61,43; H, 3,7; N, 12,71.

Gelber Niederschlag; Ausbeute: 61 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3429–3259 (4 NH), 3093 (CH aromatisch), 1670 (br., 3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,23 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 9,03 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,90 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,78 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,24 (s, 1H, H-5-Chinolin), 8,02 (s, 1H, Ar–H), 7,84 (d, J = 9,0 Hz, 1H, H-7 -Chinolin), 7,78 (d, J = 8,8 Hz, 1H, H-8-Chinolin), 7,65 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Ar–H), 7,56 (d, J = 8,3 Hz, 1H, Ar –H), 7,49 (m, 1H, Ar–H), 7,45 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Ar–H), 7,30 (d, J = 7,8 Hz, 1H, Ar–H). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,17, 162,22, 155,76, 152,60, 152,19, 147,99, 144,52, 140,72, 137,98, 135,07, 133,44, 133,05, 12 9,93, 127,10, 124,45, 121,83, 121,82, 120,25 (2C ), 119,32 (2C), 118,04, 114,16, 111,12. Anal. Berechnet für C24H16ClF3N4O3 (500,86): C, 57,55; H, 3,22; N, 11.19. Gefunden: C, 57,81; H, 3,49; N, 11.42.

Brauner Niederschlag; Ausbeute: 48,5 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3356–3271 (4 NH), 3078 (CH aromatisch), 2225 (CN), 1658–1640 (3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,25 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,93 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,90 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,76 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,24 (s, 1H, H-5-Chinolin), 7,85–7,77 (m, 4H, Ar–H), 7,67–7,64 (m, 2H, H-7 und H-8-Chinolin), 7,51 (d, J = 6,8 Hz, 2H, Ar–H), 7,46 (d, J = 6,8 Hz, 2H, Ar–H). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,05, 167,54, 162,24, 152,35, 144,65, 142,59, 138,19, 135,11, 133,24, 132,89, 129,79 (2C), 128,50, 127,07, 124,37, 121,91, 120,21 (2C) , 119,09 (2C), 118,01, 117,04 (2C), 111,00. Anal. Berechnet für C24H16ClN5O3 (457,87): C, 62,96; H, 3,52; N, 15.30. Gefunden: C, 62,83; H, 3,71; N, 15.48.

Buff-Niederschlag; Ausbeute: 81 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3417–3282 (4 NH), 3074 (CH aromatisch), 1708–1654 (3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,47 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 9,20 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,95 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,90 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,74 (s, 1H, H-2 Benzo[d]thiazol), 8,37 (d, J = 2,0 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 8,23 (d, J = 2,3 Hz, 1H, H-7-Chinolin), 7,97 (d, J = 8,8 Hz, 1H, H-8-Chinolin), 7,78 – 7,65 (m, 4H, Ar–H), 7,49–7,45 (m , 3H, H-4, H-5, H-7-Benzo[d]thiazol). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 174,70, 162,82, 153,68, 152,67, 148,29, 145,93, 137,71, 135,06 , 134,50, 133,54, 132,34, 129,33, 127,36, 124,27, 123,13, 122,96, 120,16 (2C), 119,21 (2C), 119,08, 118,16, 110,71, 110,28. Anal. Berechnet für C24H16ClN5O3S (489,93): C, 58,84; H, 3,29; N, 14,29; S, 6,54. Gefunden: C, 59,12; H, 3,46; N, 14,58; S, 6,63.

Brauner Niederschlag; Ausbeute: 48 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3317 (br., 4 NH), 3043–3001 (CH aromatisch), 3958 (CH aliphatisch), 1651 (br., 3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,22 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,90 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,60 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,55 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,24 (d, J = 2,5 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 7,84 (dd, J = 8,8, 2,5 Hz, 1H, H-7-Chinolin), 7,78 (d, J = 8,8 Hz, 1H, H-8-Chinolin), 7,63 (d, J = 8,6 Hz, 2H, Ar–H), 7,42 (d, J = 8,7 Hz, 2H, Ar–H), 7,35 (d, J = 8,3 Hz, 2H, Ar–H), 7,13 (d, J = 8,3 Hz, 2H, Ar–H), 2,85–2,79 (m, 1H, -CH(CH3)2), 1,17 ( d, J = 6,9 Hz, 6H, -CH(CH3)2). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,14, 162,20, 152,69, 144,59, 141,89, 138,10, 137,49, 135,59, 133,00, 129,89, 127,87, 127,12, 12 6,51 (2C), 124,44, 121,86, 120,27 (2C) , 118,87 (2C), 118,44 (2C), 111,12, 32,80, 24,05 (2C). Anal. Berechnet für C26H23ClN4O3 (474,94): C, 65,75; H, 4,88; N, 11,80. Gefunden: C, 65,92; H, 4,95; N, 11,97.

Hellgelber feiner Niederschlag; Ausbeute: 36,8 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3271 (br., 4 NH), 3097 (CH aromatisch), 1685–1651 (3 C=O). 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,25 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,86 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,62 (s, 2H, NH, D2O austauschbar), 7,93 (d, J = 9,0 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 7,80–7,69 (m, 2H, H-7 und H-8-Chinolin), 7,63 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar– H), 7,46–7,44 (m, 4H, Ar–H), 7,25 (t, J = 7,5 Hz, 2H, Ar–H), 6,94 (t, J = 7,3 Hz, 1H, Ar–H).13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,48, 162,36, 158,18, 152,67, 144,05, 139,82, 136,03, 135,45, 133,20, 128,85 (2C), 127,40, 122,14, 121,8 4, 120,27 (2C), 118,98 (2C), 118,27 (2C), 110,27, 109,87, 109,64. Anal. Berechnet für C23H17FN4O3 (416,40): C, 66,34; H, 4,11; N, 13.45. Gefunden: C, 66,23; H, 4,37; N, 13,69.

Gelber Niederschlag; Ausbeute: 46,8 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3360–3221 (4 NH), 3070 (CH aromatisch), 2985 (CH aliphatisch), 1660–1651 (3 C=O). 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,24 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,85 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,58 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,52 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,93 (d, J = 9,0 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 7,80–7,68 (m, 2H, H-7 und H-8-Chinolin), 7,63 (d, J = 8,6 Hz, 2H, Ar–H), 7,43 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Ar–H), 7,33 (d, J = 8,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,06 (d , J = 7,9 Hz, 2H, Ar–H), 2,23 (s, 3H, -CH3). 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,46, 162,33, 152,71, 144,02, 137,24, 136,04, 135,55, 133,11, 130,64, 129,22 (2C), 122,22, 121,88, 121,63, 120,25 (2C), 118,89 (2C). ), 118,36 (2C), 110,27, 109,85, 109,62, 20,37. Anal. Berechnet für C24H19FN4O3 (430,43): C, 66,97; H, 4,45; N, 13.02. Gefunden: C, 66,71; H, 4,60; N, 13.28.

Gelber Niederschlag; Ausbeute: 54,6 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3414–3263 (4 NH), 3097 (CH aromatisch), 2981 (CH aliphatisch), 1670 (br., 3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,29 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,90 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,62 (s, 1H, , NH, D2O austauschbar) , 8,57 (s, 1H, , NH, D2O austauschbar), 7,96 (dd, J = 9,1, 3,0 Hz, 1H, , H-5-Chinolin), 7,83 (dd, J = 9,1, 4,6 Hz, 1H, H- 8-Chinolin), 7,71 (td, J = 8,6, 3,0 Hz, 1H, H-7-Chinolin), 7,63 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Ar–H), 7,43 (d, J = 8,9 Hz, 2H, Ar–H), 7,30 (s, 1H, Ar–H), 7,22 (d, J = 7,7 Hz, 1H, Ar–H), 7,13 (t, J = 7,7 Hz, 1H, Ar–H), 6,77 (d, J = 7,4 Hz, 1H, Ar–H), 2,27 (s, 3H, -CH3). 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,55, 162,36, 152,68, 146,83, 144,06, 139,74, 138,05, 136,00, 135,52, 133,16, 128,72, 122,64, 12 2,16, 120,31 (2C), 118,99 (2C), 118,82 , 115,48, 110,96, 110,31, 109,90, 109,68, 21,31. Anal. Berechnet für C24H19FN4O3 (430,43): C, 66,97; H, 4,45; N, 13.02. Gefunden: C, 66,88; H, 4,63; N, 13.19.

Hellgelber Niederschlag; Ausbeute: 46,8 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3271 (4 NH), 3059 (CH aromatisch), 2978 (CH aliphatisch), 1647 (br., 3 C=O). 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,26 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,98 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,89 (s, 1H, H-2-Chinolin), 7,95 (dd, J = 9,2, 3,0 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 7,88 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,85–7,82 (m, 2H, H-8-Chinolin und Ar–H), 7,70 (td, J = 8,6, 3,0 Hz, 1H, H-7-Chinolin,),7,64 (d, J = 9,0 Hz, 2H, Ar–H), 7,44 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar– H), 7,18–7,12 (m, 2H, Ar–H), 6,92 (t, J = 7,4 Hz, 1H, Ar–H), 2,25 (s, 3H, -CH3). 13C NMR (101 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,47, 162,31, 152,73, 144,09, 143,46, 137,49, 135,62, 133,03, 130,21, 127,50, 127,15, 126,19, 12 2,65, 122,27, 121,04, 120,27(2C), 118,71( 2C), 115,46, 112,96, 110,25, 109,62, 17,91. Anal. Berechnet für C24H19FN4O3 (430,43): C, 66,97; H, 4,45; N, 13.02. Gefunden: C, 67,04; H, 4,61; N, 13.27.

Gelber Niederschlag; Ausbeute: 51 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3375–3221 (4 NH), 3074 (CH aromatisch), 1685–1651 (3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,28 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,88 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,69 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,64 (s, 1H, 1NH, D2O austauschbar), 7,95–7,71 (m, 3H, H-5, H-7 und H-8-Chinolin), 7,65 (m, 2H, Ar–H), 7,46 (m, 4H, Ar–H), 7,12 (m, 2H, Ar–H). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,46, 162,36, 152,74, 144,13, 136,16, 135,40, 133,24, 127,42, 122,28, 121,85, 120,24 (2C), 120,03 ( 2C), 119,97, 119,03 (2C), 115,37 (2C), 115,19, 110,27, 109,81, 109,63. Anal. Berechnet für C23H16F2N4O3 (434,39): C, 63,59; H, 3,71; N, 12,90. Gefunden: C, 63,72; H, 3,85; N, 13.18.

Gelber Niederschlag; Ausbeute: 42 %; Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3271–3236 (4 NH), 3066 (CH aromatisch), 1670–1650 (3 C=O). 1H-NMR (500 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,28 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 9,04 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,88 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,77 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,03 (s, 1H, Ar–H), 7,94 (dd, J = 9,2, 2,9 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 7,80 (dd, J = 9,1 , 4,6 Hz, 1H, H-8-Chinolin), 7,73–7,69 (m, 1H, H-7-Chinolin), 7,65 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Ar–H), 7,56 (d, J = 8,1 Hz, 1H, Ar–H), 7,51–7,48 (m, 1H, Ar–H), 7,45 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar–H), 7,28 (d, J = 7,8 Hz, 1H, Ar–H). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,59, 162,46, 160,47, 158,53, 152,71, 144,15, 140,84, 136,11, 135,14, 133,61, 130,01, 127,46, 12 2,30, 122,24, 121,93, 120,33 (2C), 119,43 ( 2C), 118,10, 114,28, 110,38, 109,93, 109,75. Anal. Berechnet für C24H16F4N4O3 (484,40): C, 59,51; H, 3,33; N, 11.57. Gefunden: C, 59,78; H, 3,45; N, 11.

Buff-Niederschlag; Ausbeute: 64 %, Schmelzpunkt: > 300 °C. IR (KBr, cm−1): 3309–3224 (4 NH), 3055 (CH aromatisch), 2954 (CH aliphatisch), 1680–1643 (3 C=O). 1H-NMR (400 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 12,25 (s, 1H, CONH, D2O austauschbar), 8,88 (s, 1H, H-2-Chinolin), 8,57 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 8,52 (s, 1H, NH, D2O austauschbar), 7,95 (dd, J = 9,1, 3,0 Hz, 1H, H-5-Chinolin), 7,82 (dd, J = 9,1, 4,7 Hz, 1H, H-8-Chinolin ), 7,70 (dt, J = 10,3, 5,1 Hz, 1H, H-7-Chinolin), 7,63 (d, J = 8,4 Hz, 2H, Ar–H), 7,43 (d, J = 8,5 Hz, 2H, Ar –H), 7,35 (d, J = 8,2 Hz, 2H, Ar–H), 7,13 (d, J = 8,1 Hz, 2H, Ar–H), 2,84–2,81 (m, 1H, -CH(CH3)2 ), 1,19–1,17 (d, J = 6,9 Hz, 6H, -CH(CH3)2). 13C NMR (126 MHz, DMSO-d6) δ ppm: 175,42, 162,24, 152,62, 144,00, 141,81, 137,42, 135,96, 135,50, 133,02, 127,34, 126,44 (2C), 122,10, 121,86, 120,18 (2C), 118,80 (2C ), 118,38 (2C), 110,24, 109,77, 109,76, 32,74, 23,99 (2C). Anal. Berechnet für C26H23FN4O3 (458,48): C, 68,11; H, 5,06; N, 12.22. Gefunden: C, 67,94; H, 5,23; N, 12.46.

Das VEGFR-2-Kinase-Assay-Kit wurde zur Messung der VEGFR-2-Kinase-Aktivität unter Verwendung von Kinase-Glo MAX als Nachweisreagenz erworben. Das VEGFR-2-Kinase-Assay-Kit (BPS Bioscience, Katalog-Nr. 40325) wird in einem praktischen 96-Well-Format geliefert, zusammen mit gereinigtem rekombinantem VEGFR-2-Enzym, VEGFR-2-Substrat sowie ATP und Kinase-Puffer 1 zur Verwendung 100 Enzymreaktionen2,34. Bei diesem Assay wird die Kinaseaktivität durch Messung der ATP-Menge ermittelt, die nach einer Kinasereaktion in Lösung verbleibt, als eine Art Lumineszenzkinase-Assay. Es besteht eine direkte Korrelation zwischen dem Lumineszenzsignal und der Menge an vorhandenem ATP, mit einer umgekehrten Korrelation mit der Menge an Kinaseaktivität. Das Testprotokoll beginnt mit dem Auftauen von 5 × Kinase-Puffer 1, ATP und 50 × PTK-Substrat. Die Mastermischung wurde wie folgt hergestellt (25 ml pro Vertiefung): N Vertiefungen x (6 µL 5 × Kinase-Puffer 1 + 1 µL ATP (500 µM) + 1 µL 50 x PTK-Substrat + 17 µL Wasser). Zugabe von 5 µl Inhibitorlösung für die als „Testinhibitor“ bezeichneten Vertiefungen. 5 μL derselben Lösung ohne Zusatz von Inhibitor (Inhibitorpuffer) wurden sowohl für die „Positive Kontrolle“ als auch für den „Blindwert“ hinzugefügt. Herstellung von 3 ml 1 × Kinase-Puffer 1 durch Mischen von 600 μL 5 × Kinase-Puffer 1 mit 2400 µl Wasser; diese 3 ml 1 × Kinase-Puffer 1 reichten aus, um 100 Reaktionen durchzuführen. 20 µL 1 × Kinase-Puffer 1 in die für „Blank“ vorgesehene Vertiefung geben. Auftauen des VEGFR-2-Enzyms auf Eis, gefolgt von der Berechnung Geben Sie die für diesen Test benötigte Menge VEGFR-2 ein und verdünnen Sie dann das Enzym mit 1 × Kinasepuffer 1 auf 1 ng/µL. Starten Sie die Reaktion durch Zugabe von 20 µL des verdünnten VEGFR-2-Enzyms zu den „Positive Control“-Vertiefungen und auch „Test Inhibitor Control“-Vertiefungen, dann Inkubation bei 30 °C für 45 Min. Anschließend erfolgte die Zugabe von 50 µL Kinase-Glo Max-Reagenz in alle Vertiefungen innerhalb von 45 Min. Die zu inkubierenden Platten wurden mit einer Aluminiumfolie abgedeckt für 15 min bei Raumtemperatur. Am Ende wurde die Lumineszenz mit dem Bioline ELISA-Mikroplattenlesegerät bei einer Wellenlänge von 450 nm gemessen. Zur Analyse der Lumineszenzdaten wurde die Computersoftware Graphpad Prism verwendet. Der Unterschied zwischen den Lumineszenzintensitäten in Abwesenheit von VEGFR (Lut) und in Anwesenheit von VEGFR (Luc) wurde als 100 % Aktivität (Lut – Luc) definiert. Unter Verwendung des Lumineszenzsignals (Lu) in Gegenwart der Verbindung wurde die prozentuale Aktivität wie folgt berechnet: % Aktivität = {(Lut – Lu)/(Lut – Luc) × 100 %, wobei Lu = die Lumineszenzintensität in Gegenwart der Verbindung . Die prozentuale Hemmung wurde wie folgt berechnet: % Hemmung = 100 (%) ˗ % Aktivität. Die IC50-Bestimmung für Zielverbindungen gegen VEGFR-2 wurde berechnet. Die Werte der prozentualen Aktivität gegenüber einer Reihe von Verbindungskonzentrationen (10 μM, 1 μM, 0,1 μM und 0,01 μM) wurden dann mithilfe einer nichtlinearen Regressionsanalyse der sigmoidalen Dosis-Wirkungs-Kurve aufgezeichnet, die mit der Gleichung: Y = B + (TB) erstellt wurde )/1 + 10((LogEC50-X) × Hill Slope), wobei Y = prozentuale Aktivität, B = minimale prozentuale Aktivität, T = maximale prozentuale Aktivität, X = Logarithmus der Verbindung und Hill Slope = Steigungsfaktor oder Hill-Koeffizient. Der IC50-Wert wurde anhand der Konzentration bestimmt, die eine halbmaximale prozentuale Aktivität verursacht61,63,64.

Unter Verwendung der 3-(4,5-Dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazoliumbromid (MTT)-Methode; Die zytotoxischen Wirkungen der neuen Chinolon-Derivate wurden in vitro gegen menschliche hepatozelluläre Karzinomzellen (HepG2) (erworben von ATCC) untersucht. Die MTT-Methode ist eine genaue Methode, die reproduzierbare Ergebnisse liefert. Als Referenzstandard wurde Sorafenib verwendet. Die MTT-Lösungen wurden in mittleren oder ausgewogenen Salzlösungen ohne Phenolrot hergestellt, um eine gelbliche Farbe zu erzeugen. Das Prinzip dieses Tests beruht darauf, dass die mitochondrialen Dehydrogenasen lebensfähiger Zellen den Tetrazoliumring spalten, wodurch violette Formazankristalle entstehen, die in wässrigen Lösungen unlöslich sind. Die erzeugten Kristalle wurden dann in angesäuertem Isopropanol gelöst. Spektrophotometrische Messung der erzeugten violetten Lösung, die den Grad der durch die Testverbindungen verursachten Zytotoxizität widerspiegelt65. Ein Leerwert mit vollständigem Medium ohne Zellen sollte enthalten sein. Mehrere Konzentrationen (0,4, 1,6, 6,25, 25 und 100 mM) der gescreenten Derivate sowie Sorafenib wurden den Zellen zugesetzt, die dann 48 Stunden lang bei 37 °C inkubiert wurden. Die Kulturen wurden aus dem Inkubator in eine Laminar-Flow-Haube oder einen anderen sterilen Arbeitsbereich gebracht, wo jedes Fläschchen MTT [M-5655] zur Verwendung mit 3 ml Medium oder ausgewogener Salzlösung ohne Phenolrot und Serum rekonstituiert wird. Zugabe des rekonstituierten MTT in einer Menge, die 10 % des Kulturmediumvolumens entspricht. Nach einer Inkubationszeit von 2–4 h je nach Zelltyp und maximaler Zelldichte; Die erzeugten Formazankristalle wurden durch Zugabe einer Menge MTT-Solubilisierungslösung [M-8910] gelöst, die dem ursprünglichen Kulturmediumvolumen entsprach. Messung der Intensität der erzeugten Farbe mit dem Spektralfotometer ROBONIK P2000 bei einer Wellenlänge von 570 nm. Abschließend wird die Hintergrundabsorption von Multiwellplatten bei 690 nm gemessen und von der 570-nm-Messung abgezogen. Der Prozentsatz der Zelllebensfähigkeit und die Arzneimittelkonzentration wurden verwendet, um die Überlebenskurve von HepG2 für jede der getesteten Verbindungen zu erstellen. IC50-Werte (die Konzentration, die eine 50-prozentige Hemmung der Zelllebensfähigkeit bewirkt) für die gescreenten Derivate sowie den Referenzwirkstoff Sorafenib wurden im Mikromolar als Durchschnitt aus drei unabhängigen Läufen ± SE66,67 ermittelt.

Die zytotoxischen Aktivitäten der Verbindungen 10i und 10o wurden gegen die normale Transformed Human Liver Epithelial-2-Zelllinie (THLE-2) (erworben von ATCC) unter Verwendung von Sorafenib als Referenzarzneimittel unter Verwendung eines MTT-Assays zur Messung der Lebensfähigkeit der Zellen getestet68. Wie zuvor beschrieben; Multi-Well-Platten wurden verwendet, um gewachsene Zellen mit verschiedenen Konzentrationen der gescreenten Derivate zu behandeln und dann 48 Stunden lang bei 37 °C zu inkubieren. Das produzierte Formazan wurde mit dem Spektralphotometer ROBONIK P2000 bei einer Wellenlänge von 570 nm gemessen. Die zytotoxischen Konzentrationswerte (CC50) der bewerteten Verbindungen wurden als Mittelwert aus drei unabhängigen Läufen ± SE69 angegeben.

Der Apoptosetest wurde wie zuvor beschrieben durchgeführt70. Kurz gesagt, für den Test wurde das Annexin V-FITC-Apoptose-Nachweiskit (Abcam Inc., Cambridge Science Park, Cambridge, UK) zusammen mit der Durchflusszytometrie mit zwei Fluoreszenzkanälen verwendet. Verbindung 10i, die den niedrigsten IC50-Wert gegenüber den HepG2-Zellen aufweist, wurde in ihrer IC50-Konzentration auf die HepG2-Zellen aufgetragen und die Zellen wurden 48 Stunden lang inkubiert. Etwa 105 Zellen wurden durch Trypsinisierung gesammelt und zwei aufeinanderfolgende Male mit eiskaltem PBS gewaschen. Anschließend wurde ein Volumen von 0,5 ml Annexin V-FITC/PI-Lösung hinzugefügt, um die Zellen anzufärben, und sie wurden 30 Minuten lang an einem dunklen Ort bei normaler Raumtemperatur aufbewahrt. Anschließend wurden die Zellen zum Novozyten-ACEA-Durchflusszytometer (ACEA Biosciences Inc., San Diego, CA, USA) gebracht, wo FL2- und FL1-Detektoren zur Bestimmung der PI- und FITC-Signale ausgewählt wurden. Für jede Stichprobe wurde eine Abfrage von 12.000 Ereignissen empfohlen. Für die Quadrantenanalyse wurde die Software ACEA NovoExpres (ACEA Biosciences Inc., San Diego, CA, USA) eingesetzt.

Der Test wurde wie zuvor erwähnt70 durchgeführt. Kurz gesagt, HepG2-Zellen wurden 48 Stunden lang mit Verbindung 10i in seiner IC50-Konzentration vorinkubiert. Anschließend wurden etwa 105 Zellen durch Trypsinisierung gewonnen und mit Phosphatpuffer-Kochsalzlösung (PBS) gewaschen. Darauf folgte ein Resuspensionsschritt mit 60 % eiskaltem Ethanol und eine Inkubation bis zur Fixierung. Die fixierten Zellen wurden erneut gewaschen und in einem Puffer resuspendiert, der 50 μg/ml RNAase A und 10 μg/ml Propidiumiodid enthielt. Schließlich wurden die Zellen 20 Minuten lang bei 37 °C im Dunkeln inkubiert und mittels Durchflusszytometrie auf die Zellzykluskinetik analysiert, wobei FL2 (λex/em 535/617 nm) als Signaldetektor verwendet wurde (ACEA Novocyt-Durchflusszytometer, ACEA Biosciences Inc ., San Diego, CA, USA). Für jede Stichprobe wurde eine Abfrage von 12.000 Ereignissen empfohlen. Zur Analyse wurde die Software ACEA NovoExpress (ACEA Biosciences Inc., San Diego, CA, USA) verwendet.

Die Gesamt-RNA wurde sowohl aus 10i-behandelten als auch aus unbehandelten HepG2-Zelllinienpellets unter Verwendung des Qiagen RNeasy Mini-Kits, Kat.-Nr. 74104, gemäß den Richtlinien des Herstellers isoliert. Anschließend erfolgte die Quantifizierung und Qualitätsbewertung der isolierten RNA-Proben mit dem Nanodrop-Spektrophotometer bei A230, A260 und A280.

Die cDNA-Synthese für RNA wurde mit dem Promega cDNA Synthesis AMV Reverse Transcriptase Kit (Kat.-Nr. M5108) gemäß den Anweisungen des Herstellers durchgeführt. Die Reaktionskomponenten wurden wie in Tabelle 9 gezeigt hinzugefügt. Die cDNA-Synthese wurde auf einem Bio-Rad 100 Thermal Cycler durchgeführt.

Primer für das VEGFR-2-Gen wurden entworfen und synthetisiert, gefolgt von einer Primervalidierung und einer Optimierung der PCR-Amplifikationsbedingungen. Die verwendeten Primer sind in Tabelle 10 aufgeführt. Die RT-qPCR-Expressionsanalyse für die erforderlichen Gene (ß-Actin und VEGFR-2) wurde mit dem Qiagen Quanti Nova SYBR Green PCR Kit (Kat.-Nr. 208052) durchgeführt. Die Reaktionskomponenten sind in Tabelle 11 deutlich dargestellt. qPCR wurde auf dem Rotor-Gene Q-Qiagen Real-time PCR Thermocycler durchgeführt.

Die Zellen wurden geerntet und mit Phosphatpuffer-Kochsalzlösung (PBS) gewaschen. Die Zellen wurden dann in 10 mM Tris-HCl, 100 mM NaCl, 0,5 % Triton X-100, pH 7,6 mit EDTA-freiem Protease-Inhibitor-Cocktail lysiert. Es folgte ein Zentrifugationsschritt bei 13.000 g für 20 Minuten bei 4 °C und die direkte Übertragung auf Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gel (SDS-PAGE). Die Western-Blot-Analyse wurde unter Verwendung von Primärantikörpern gegen die Zielproteine ​​und HRP-konjugierten Sekundärantikörpern durchgeführt (Tabelle 12). Die Chemilumineszenzreaktion wurde unter Verwendung des ECL-Western-Blot-HRP-Substrats (Pierce, Thermo Fisher Scientific) durchgeführt. Schließlich wurde mit der IMAGEJ-Software eine densitometrische Quantifizierung der Western-Blot-Proteinbanden durchgeführt.

Alle molekularen Modellierungsberechnungen und Docking-Studien wurden mit der Software „Molecular Operating Environment“ (MOE) Version 2019.01 durchgeführt. Das Andocken erfolgte mithilfe der Alpha-Dreieck-Platzierungsmethode, die Posen wurden anhand der Affinitäts-London-dG-Bewertung priorisiert und die Ergebnisse wurden mithilfe eines Kraftfelds verfeinert. Vorbereitung der heruntergeladenen Kristallstruktur des Zielproteins, verfügbar in der Proteindatenbank, http://www.rcsb.org/pdb (PDB-ID: 4ASD), beginnend mit der Entfernung von Wassermolekülen, gefolgt von Energieminimierung und 3D-Protonierung des Aminos Säuren. Die Validierung des Docking-Prozesses wurde durch erneutes Andocken des kokristallisierten Liganden (Sorafenib) sichergestellt und der erhaltene RMSD wurde als kleiner als 1 befunden. Es wurde berichtet, dass die von Sorafenib im aktiven Zentrum des Proteins gebildeten Wasserstoffbrückenbindungswechselwirkungen der Fall sind Glu 885, Cys 917 und Asp 1046. Zur Verwendung im Docking-Prozess wurde eine Datenbank mit den neu synthetisierten Verbindungen erstellt. Alle Verbindungen wurden vor molekularen Docking-Studien durch 3D-Protonierung, Teilladungsaddition und Energieminimierung hergestellt. Die bisherigen Maßnahmen wurden berücksichtigt und das Andocken durchgeführt.

Alle während dieser Studie generierten oder analysierten Daten sind in diesem veröffentlichten Artikel und seinen ergänzenden Informationsdateien enthalten. Alle Datensätze sind auf begründete Anfrage beim jeweiligen Autor erhältlich.

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Open-Access-Finanzierung durch die Science, Technology & Innovation Funding Authority (STDF) in Zusammenarbeit mit der Egyptian Knowledge Bank (EKB).

Die folgenden Autoren haben gleichermaßen beigetragen: Yassin M. Nissan, Reem K. Arafa und Sahar M. Abou-Seri.

Abteilung für Pharmazeutische Chemie, Fakultät für Pharmazie, Oktober-Universität für moderne Wissenschaften und Künste, Kairo, 12451, Ägypten

Zeinab S. El-Fakharany & Yassin M. Nissan

Abteilung für Pharmazeutische Chemie, Fakultät für Pharmazie, Universität Kairo, Kasr El-Aini Street, Kairo, 11562, Ägypten

Yassin M. Nissan & Sahar M. Abou-Seri

Abteilung für Biochemie, School of Life and Medical Sciences, University of Hertfordshire, veranstaltet von der Global Academic Foundation, New Administrative Capital, Kairo, Ägypten

Nada K. Sedky

Biomedizinisches Wissenschaftsprogramm, Universität für Wissenschaft und Technologie, Zewail City of Science and Technology, October Gardens, Stadt des 6. Oktober, Gizeh, 12578, Ägypten

Reem K. Arafa

Drug Design and Discovery Lab, Zewail City of Science and Technology, Kairo, 12578, Ägypten

Reem K. Arafa

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SMA, RKA & YMN, Konzeption und Design des Forschungsprojekts, Überwachung des Arbeitsfortschritts, Interpretation der Daten; ZSA, Durchführung der chemischen Synthese und Reinigung, Durchführung der In-silico-Studie; NKS führt die biologische Bewertung und Interpretation seiner Daten durch; Alle Autoren haben zur Erstellung und Überarbeitung des Manuskripts beigetragen.

Korrespondenz mit Reem K. Arafa oder Sahar M. Abou-Seri.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

El-Fakharany, ZS, Nissan, YM, Sedky, NK et al. Neue proapoptotische Chemotherapeutika basierend auf dem Chinolon-3-Carboxamid-Gerüst, das durch VEGFR-2-Hemmung wirkt. Sci Rep 13, 11346 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-38264-w

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Eingegangen: 27. April 2023

Angenommen: 05. Juli 2023

Veröffentlicht: 13. Juli 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-38264-w

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